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体外循环动物模型

日期: 2019-08-29
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1 闭胸法(Without thoracotomy)

(1)复制方法  大鼠按30mg/kg体重的剂量腹腔注射戊巴比妥钠麻醉后经口作气管插管,行机械通气(频率60次/min,气道峰压9.0cmH2O(0.88kPa)),左侧股动脉插管,肝素化(500U/kg体重)后监测动脉压及动脉血气;20G套管针置入尾动脉(也可插入颈动脉或股动脉)作为CPB灌注端;用前端刻有数个侧孔的14~16G套管针经右颈静脉插至右心房一下腔静脉交界处作为静脉引流管,借助重力和虹吸作用引流下腔、上腔及冠状窦静脉血入位于大鼠心脏平面下30~40cm的贮血器。CPB环路由贮血器、变温器、恒流蠕动泵、大鼠微型膜氧合器及连接管道组成。在储血器和氧合器间有旁路通道,利于CPB前排出空气。CPB采用无血预充,预充液由乳酸林格液12ml、6%羟乙基淀粉7ml及甘露醇1ml组成。流转开始后,静脉血经静脉引流管引入储血器,经变温器变温,氧合器氧合后通过血泵灌注入动脉,转流开始时灌注流量约为35ml/(kg·min),逐渐增加到90~100ml/(kg·min)。转流开始后停止呼吸机辅助呼吸,氧合器供氧(FiO2100%),氧流量与灌注流量比值保持在0.8~1.0,建立并行体外循环。转流过程中动脉压保持在55~60mmHg(7.32~7.98kPa)。转流开始后即应用变温水箱注意保温,转流稳定后将肛温逐渐降至约32.0℃,转流45~60min后逐渐复温,肛温达到约37.0℃后停止CPB。恢复机械通气,待自主呼吸平稳后撤离呼吸机。

(2)模型特点  体外循环动物模型方法研究较多,以往多用犬、猪、羊等大动物,代价高昂,难以管理。目前有许多学者参考其方法以大鼠为实验对象取得一定进展,但方法多样,各有特点,如动脉灌注可选择尾动脉、股动脉或颈动脉等。闭胸法对动物的损伤较小,利于手术后的长时间存活。而采用气管插管代替气管切开也是为了减少手术后并发症的产生。

(3)比较医学  体外循环中的心肺脑损伤主要由体外循环中血液于非生理性管道接触引发的全身炎症反应及缺血再灌注损伤造成。减轻缺血再灌注损伤和炎症反应是术中实施保护的主要手段。而研究术后一定时期内的机体病理生理反应,则必须以动物长时间存活为主要条件,所以可采用闭胸法。


2 开胸法(By methods of thoracotomy)

(1)复制方法  按1000μg/kg体重的量股静脉注射肝素盐水,切开颈、胸部皮肤,游离器官后插管接呼吸器。开胸,游离右侧颈总动脉和上腔静脉,置双道结扎线,分别置入22号和20号穿刺针分接动静脉体外循环管道(上腔静脉穿刺针入右房,动脉管道先以胶体预充),结扎线固定,结扎血管远端。管道经恒温循环器保持温度在38℃。游离主动脉和肺动脉,置10号线以备阻断。取供体鼠,麻醉肝素化后气管插管接呼吸器(方法同上),开胸后剪断右侧颈总动脉放血并加入少量胶体用作预充液,将心肺完整取下,剪去心尖,经右室流出道插管人肺动脉,10号线固定(剪去部分左室壁,结扎线环绕右室壁和室间隔结扎以利于扎紧),剪开左心耳以利肺静脉回流,插管接体外循环静脉管道,固定与实验架,下置连接恒温循环器的储血器,回收肺静脉血用转流泵经动脉管道泵入实验鼠右侧颈总动脉。此时循环路线为:实验鼠右心房→静脉穿刺针、管道和转流泵→离体肺动脉→离体肺循环→离体肺静脉、左心耳→恒温储血器→转流泵和管道→动脉穿刺针→实验鼠右颈总动脉→实验鼠体循环。

(2)模型特点  开胸法与临床情况更为接近,但是动物术后难以存活,所以一般不用于研究术后的机体反应。本方法介绍了以离体大鼠肺作为体外循环氧合器建立体外循环模型,克服了小动物机械氧合器制作困难的问题。但是其氧合器亦可使用机械氧合器。

(3)比较医学  理想的大鼠体外循环模型应该是一个尽可能接近于现代临床的实验装置,它需要具备以下几方面的能力:常温或低温下的全流量循环支持(>150~180ml/(kg·min));连续转流1~2h,并保持适度的血液稀释和破坏较少血细胞;预充量不超过成年大鼠的自体血量;能进行充分有效的热交换,实现中心降温和复温;实验动物可以获得稳定的长时间存活。这还需要进一步的研究。在实际工作中,可根据研究目的采用不同的大鼠模型。


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